contamination agriculture indicateur santé qualité des eaux de baignade
Études
Assainissement
Ressources en eau et milieux aquatiques
TSM 3 2012 - Page(s) 43-54

Sélection de marqueurs microbiologiques et chimiques de traçage des sources microbiennes. Application à des eaux de rivière potentiellement contaminées par des rejets ponctuels ou diffus en France

Selection of microbial and chemical markers for microbail source tracking. Application to river waters impacted by point and non point source pollution in France

Résumé

Dans le contexte de la directive 2006/7/CE qui demande de constituer des profils de baignade nécessitant une identification et une hiérarchisation des sources de pollutions fécales, six laboratoires de recherche français se sont associés pour développer une « boîte à outils » constituée de marqueurs chimiques et microbiologiques, destine à déterminer l’origine humaine ou animale des contaminations des eaux de surface. À l’issue des développements méthodologiques, 14 marqueurs ont été présélectionnés : deux ratios de concentrations de stéroïdes (sitostanol/coprostanol et coprostanol/(coprostanol + 24-éthylcoprostanol)), deux ratios de fluorescence de la matière organique (Geochemical Fluorescence Index, ou GFI, et bio/géo), la caféine, la benzophénone, le TCEP – tris(2-chloroéthyl)phosphate –, deux groupes de bactériophages ARN F-spécifiques, constitués des génogroupes humains (II et III) et animaux (I et IV), trois bactéries appartenant à l’ordre des Bacteroidales et spécifiques des humains (HF183), des ruminants (Rum-2-Bac) et des porcins (Pig-2-Bac), Bifidobacterium adolescentis, spécifique des humains, et Lactobacillus amylovorus, spécifique des porcins. L’ensemble de ces marqueurs a été appliqué sur dix eaux touches par des pollutions humaines et animales bien identifies et sur 45 eaux de surface dont 15 étaient situées en amont de deux zones de baignade.

Les résultats de l’étude ont montré que la boîte à outils ne peut être utilisée que lorsque le degré de contamination fécale est suffisamment élevé.

Ainsi, des résultats exploitables n’ont été obtenus que pour des niveaux de contamination supérieurs à 500 Escherichia coli/100 mL, en utilisant les marqueurs chimiques tandis que des concentrations en E. coli supérieures à 1 000 bactéries/100 mL étaient généralement nécessaires pour obtenir des résultats quantifiables avec les marqueurs microbiologiques.

L’interprétation des données statistiques a mis en évidence, dans la plupart des cas, une contamination mixte (humaine et animale) qui s’explique par le contexte géographique des zones traverses par les cours d’eau étudiés (présence de pâturages de bovins et de rejets de stations d’épuration). Parmi les 14 marqueurs, cinq se sont révélés peu discriminants ou ont manqué de sensibilité. Il est donc possible de réduire la boîte à outils à neuf marqueurs représentés par les deux rapports de stéroïdes, la caféine, le TCEP, les géno groups humains (II et III) des bactériophages ARN F-spécifiques, les marqueurs Bacteroidales HF183, Rum-2-Bac, Pig-2-Bac et L. amylovorus.

Abstract

In the context of the 2006/7/EC directive requiring to establish a profile for each bathing water, with the identification and hierarchization of faecal pollution sources, six French research laboratories have worked together to develop a Microbial Source Tracking (MST) toolbox including microbial and chemical markers to determine the human and animal origin of surface water contaminations.

Following technical developments, 14 markers were shortlisted: two ratios of concentrations of faecal steroids (coprostanol/(coprostanol + 24-ethylcoprostanol) and sitostanol/coprostanol), two ratios of organic matter fluorescence (GFI and bio/geo), caffeine, benzophenone, TCEP, human (II and III) and animal genogroups (I and IV) of F-specific RNA bacteriophages, five bacterial genetic markers relating to the Bacteroidales order and human (HF183)-, ruminant (Rum-2-Bac)- and pig (Pig-2-Bac)-specific, as well as human-specific Bifidobacterium adolescentis and pig-specific Lactobacillus amylovorus.

All these markers were applied on ten waters impacted by faecal pollution from known (human and animal) sources and on 45 surface waters of which 15 were located upstream from two bathing areas.

The results of this study show that the MST toolbox could be only used when the level of the faecal contamination is sufficiently high. In fact, usable results were obtained only when Escherichia coli concentrations were higher than 500 MPN (Most Probable Number) per 100 mL water using che mical markers, and quantified results were obtained by the microbial markers generally when E. coli concentrations were higher than 1 000 MPN per 100 mL water.

The statistical analyses highlighted, in most cases, a mixed (human and animal) contamination which is explained by geographical context of areas crossed by studied water (presence of bovine pasture and outfalls of sewage treatment plants).

Among the 14 markers, five were found to be weakly discriminating or lacking sensitivity. It is thus possible to reduce the toolbox to nine markers which are the two faecal steroid ratios, caffeine, TCEP, the human (II and III) genogroups of F-specific RNA bacteriophages, the three Bacteroidales markers HF183, Rum-2-Bac and Pig-2-Bac and L. amylovorus.

Mots clés : marqueurs spécifiques de contamination fécale, indicateurs fécaux, bactériophages ARN F-spécifiques, Bacteroidales, Lactobacillus amylovorus, Bifidobacterium adolescentis, stéroïdes, rapports de fluorescence, caféine, TCEP
Keywords : Microbial Source Tracking, host-specific markers, faecal indicators, F-specific RNA bacteriophages, Bacteroidales, Lactobacillus amylovorus, Bifidobacterium adolescentis, faecal steroids, fluorescence ratios, caffeine, TCEP
https://doi.org/10.1051/tsm/201203043

1,8,11 Unité GERE – Institut national de recherche en sciences et technologies pour l’environnement et l’agriculture (ex-Cemagref) – Rennes .
2,10,12 UMR 6118 – CNRS Géosciences – Campus de Beaulieu – 35042 Rennes cedex
3,9,13 Laboratoire de microbiologie, environnement, microbiologie et phycotoxines (EMP) – Ifremer – BP 70 – 29280 Plouzané
4 Laboratoire de biotechnologie de l’environnement – INRA – Avenue des étangs – 11100 Narbonne
5,6 Laboratoire d’études environnementales des systèmes anthropisés (Leesa) – université d’Angers – 2, boulevard Lavoisier – 49045 Angers cedex
7 UMR Sol Agronomie Spatialisation – INRA – AgroCampus – 65, rue de Saint-Brieuc – CS 84215 – 35042 Rennes cedex

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